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巯基乙醇最新视觉报道_巯基乙醇对人的危害(2024年11月全程跟踪)

内容来源：麦吉窗影视所属栏目：热点更新日期：2024-11-29

巯基乙醇

比昨天更困的是今天BETA-巯基乙醇_的微博视频

Western膜保存再生秘籍在多次实践的基础上，总结出一种效果极佳的Western Blot膜保存、Strip及膜再生方法，详细步骤如下：保存方法：曝光后的膜经过TBST清洗后，用甲醇浸泡5秒，然后晾干，最后用塑封膜封好，存放在-20℃冰箱中。使用方法：用甲醇清洗5秒，再经过三次TBST清洗。进行Strip操作，清洗后封闭，然后进行抗体孵育。 Stripping Buffer配方（20ml体系）： 巯基乙醇：140 10% SDS：4ml Tris（0.5M，pH 6.7）：2.5ml ddH2O：13.36ml 在50-55℃下反应30分钟（中间可晃动两次），然后用TBST清洗三次，封闭后进行抗体孵育。另一种Stripping Buffer配方（需要调pH，不常用）：甘氨酸：0.75g SDS：0.05g 加水：40ml 吐温-20：500 pH调至2.2，加水定容至50ml。实验步骤：用Stripping Buffer清洗两次，每次5分钟。用PBS清洗两次，每次10分钟。换TBST清洗两次，每次10分钟。封闭后进行抗体孵育。注意事项：加巯基乙醇时，必须在生物安全柜中进行，因为味道大且有毒。 Strip及Strip后清洗时，需加盖子防止味道散发。通过以上步骤，可以有效保存和再生Western Blot膜，确保实验结果的准确性。

WB实验，选对洗脱液！在进行Western Blot（WB）实验时，为了节省蛋白样品和提高实验效率，我们通常会使用stripping buffer来清除膜上结合的抗体，以便重复使用同一张膜。以下是几种常用的stripping buffer及其特点：聚合美 𐟌ˆ 适用于PVDF膜。使用后，膜会变得透明。虽然洗脱效果相对较差，但可以通过延长洗脱时间来解决。过度洗脱的风险较低。博迈德 𐟒ꊠ 支持NC膜和PVDF膜，有强洗脱和弱洗脱两种选择。弱洗脱效果更好，而强洗脱含有巯基乙醇，虽然洗脱效果强，但有刺激性气味。Mild Buffer的洗脱效果表现优异。中科瑞泰 𐟔加专为PVDF膜设计，含有巯基乙醇，强洗脱效果。不过，这种洗脱液可能会将膜上的目的蛋白也洗掉，对于检测痕量蛋白的实验不太友好。使用时需要掌握好分寸。弗德 𐟌Ÿ 适用于PVDF膜，加入后膜会变透明，相对温和一些。具体效果还需要进一步实验验证。总结来说，博迈德的温和stripping buffer在避免过度洗脱方面表现较好，值得推荐。

请问，苯酚和巯基乙醇谁更臭……..[困]

蛋白质电泳及转膜全攻略𐟓– 𐟓栥ꌦ料蛋白质样品丙烯酰胺、SDS、Tris-HCl、巯基乙醇或DTT ddH2O、甘氨酸、Tris、甲醇、PBS NaCl、KCl、Na2HPO4、KH2PO4 ddH2O、考马斯亮兰、乙酸、脱脂奶粉硫酸镍胺、H2O2、DAB等 𐟔砥ꌨ䇊电泳仪、电泳槽、离心机、离心管硝酸纤维素膜、移液枪等 𐟓 实验步骤 1️⃣ 样品准备与SDS-PAGE电泳准备样品，进行SDS-PAGE聚丙烯酰胺凝胶电泳。电泳后不染色，直接转膜。 2️⃣ 转膜操作准备滤纸和硝酸纤维素膜：切6张7.0～8.3 cm的滤纸和1张7.3～8.6 cm的硝酸纤维素膜。浸膜：将硝酸纤维素膜置于转膜液中浸泡20 min。组装转膜夹：在搪瓷盘里放入转膜夹、两块海绵垫、一支玻棒、滤纸和浸过的膜。打开夹子，黑面水平，垫上海绵垫，用玻棒擀去气泡。铺滤纸：在海绵垫上铺三层滤纸，用玻棒擀去气泡。切胶：按Marker指示和目的条带位置切胶，将胶浸入转膜缓冲液中15分钟。转膜：将胶盖于滤纸上，调整位置，用玻棒擀去气泡。将膜盖于胶上，盖满整个胶，除气泡。再铺3张滤纸，除气泡。盖上另一个海绵垫，擀几下合起夹子。电转移：将夹子放入转移槽，黑面对槽的黑面，白面对槽的红面。电转移时产热，槽边放冰块降温。一般用60 V转移2 h或40 V转移3 h。 3️⃣ 膜染色与干燥转完后，用1㗤𘽦˜姺⦟“液染膜5 min，水冲洗掉未染上的染液，晾干备用。 𐟔젦𓨦„事项转膜过程中，膜两边的滤纸不能相互接触，以免短路。电转移时间根据实验室条件调整，一般200 mA（约70 V）转膜15 min即可。通过以上步骤，您将能够成功进行蛋白质电泳及转膜实验，为后续的蛋白质分析和研究打下基础。

在冰箱乱放𗯥Ÿ𚤹™醇的人毕不了业，文章发不出去，延毕了也会再延毕。

Trizol法提RNA，超全攻略！ 𐟌ˆ 实验原理： Trizol试剂的主要成分是苯酚，它能有效裂解细胞，使细胞中的蛋白质和核酸物质解聚。尽管苯酚能使蛋白质变性，但它不能完全抑制RNA酶的活性。因此，Trizol中还加入了8-羟基喹啉、异硫氰酸胍、B-巯基乙醇等来抑制内源和外源RNase（即RNA酶）。存放在Trizol中的样品可以在-80Ⰳ保存半年左右。 𐟔젦 𗦜쥤„理方法：贴壁培养细胞吸出培养液，用预冷的1xPBS清洗细胞两次。吸出PBS洗液，然后每1㗱08-2㗱07的培养细胞中加入1ml的Trizol，轻摇培养皿，确保溶液均匀分布于细胞表面。（可用细胞刮刀剥离细胞）使用移液器反复吹打使细胞脱落，然后将内含细胞的裂解液转移至离心管中，再用移液器吹打直至裂解液中无明显沉淀（溶液清亮）。室温静置5-10分钟后，再进行后续的RNA提取操作。悬浮培养细胞将悬浮细胞收集至离心管中，12000 rpm 4Ⰳ离心2分钟，弃上清，用预冷的1xPBS清洗两次。向1x106-2㗱07细胞中加入1ml的Trizol。用移液器吹打至裂解液清亮无明显沉淀。室温静置5-10分钟后，再进行后续的RNA提取操作。动物组织、植物材料样品将准确称取的RNA提取样品转移至液氮预冷的研钵中，用研杵研磨组织（研磨过程中需要不断向研钵中补加液氮），直至研磨成粉末状，然后向粉末中加入适量的Trizol并混匀。（针对柔软易裂解的组织样本，可以使用匀浆器加入适量Trizol进行匀浆裂解）将上述混合液转移至离心管中，用移液器反复吹打充分混匀。室温静置5分钟，12000 rpm 4Ⰳ离心5-10分钟。小心吸取上清液，移入新的离心管中，再进行后续的RNA提取操作。通过以上步骤，您可以使用Trizol法成功提取RNA，为后续的实验研究提供可靠的样本。

「李李的plog日记」组会4天倒计时[努力][努力][努力] 现在感觉每天可以做100个实验一天提两批rna 反转跑10板荧光加侵染轻轻松松已经下楼了想起来可以在组会前再出组GUS 马上掉头回去摇菌行动力这辈子没这么强过提了两年rna 第一次发现裂解液里要加巯基乙醇差点让臭晕了但是为啥不加能提出来加了反而提不出来了[并不简单][并不简单] 做一晚上实验吃根同门烤的烤肠感觉一点都不累了强烈跟大家建议把园艺站的空气炸锅搬来实验室已经在筹划了[拳头] 每天真的斗志满满奖励自己组会开完第二天就回太原玩同门：每次你开组会前就跟不要命一样做实验开完就往太原跑还真是[春游家族][春游家族]

BCA蛋白浓度测定法：从原理到操作步骤 𐟌ˆ 原理： BCA蛋白浓度测定法是基于改良的Lowry法，利用二喹啉酸（bicinchoninic acid）作为反应剂。这个方法结合了双缩脲反应和显色反应：在碱性介质中，蛋白质将Cu2+还原成Cu1+，然后使用含有二喹啉甲酸（BCA）的独特试剂，通过比色法检测Cu1+，具有高灵敏度和高选择性。显色物质是由两分子的BCA和一分子的亚铜离子螯合形成的紫色物质。 𐟌Ÿ 特点：优点：灵敏度高：检测浓度下限达到10/ml，最小检测蛋白量达到0.2，待测样品体积为1-20。操作简便：在碱性溶液中BCA比Folin试剂稳定，只需一种试剂即可完成检测。兼容性强：测定蛋白浓度不受绝大部分样品中的去污剂等化学物质的影响，可以兼容样品中高达5%的SDS，5%的Triton X-100，5%的Tween-20，60，80。线性范围广：在20-1000/ml浓度范围内有良好的线性关系。显色速度快：相同的样品孵育较短时间即可进行吸光度测定。缺点：容易受到能与铜离子反应的螯合剂，例如EDTA，巯基乙醇以及蛋白质内半胱氨酸等的影响。 𐟓 步骤（视试剂盒而定）： 1️⃣ 蛋白标准品配制：室温完全溶解蛋白标准品，取20⵬ 5mg/ml BSA蛋白标准溶液用PBS溶液稀释至100⵬，使其终浓度为1.0 mg/ml。 2️⃣ 配制BSA标准测定溶液。 3️⃣ 工作液配制：将A液与B液按照50:1的比例混合，配成BCA工作液，并混匀。 4️⃣ 加样：将待测样本以适当体积加入并用PBS补足至20ul。 5️⃣ 孵育：向各孔中加入200⵬的工作液，混匀后37℃孵育30min，亦可室温放置2h。 6️⃣ 测定吸光度：测定562nm处的吸光度，记录数值，代入标曲计算浓度。 7️⃣ 绘制标准曲线计算样品浓度：新建一个Excel表格，将得到的标准品的吸光度按照下方表格排列，并按照试剂说明说输入相应标准品的浓度。选中标准品吸光度和浓度，点击“插入”，选择散点图。点击散点图的任意一点，右键选择添加趋势线；点击设置，趋势线选项选择“线性”，勾选“显示公式”和“显示R平方值”，即可得到标准曲线。计算样本浓度：代入公式直接计算即可，但要记得样本稀释倍数再回算回去。 𐟔 通过这些步骤，你可以准确地测定蛋白质的浓度，为后续的实验提供可靠的数据支持。

𐟤”WB实验actin双带之谜 𐟧在WB实验中，你是否遇到过内参actin显示两条带的情况？这可能是由多种原因导致的，让我们一起来揭秘！ 1️⃣ 降解的actin：细胞凋亡时，actin可能被降解，形成38-41kDa的片段，这在WB上表现为两条带。 2️⃣ IL-1ˆ‡割：实验中IL-1š„激活可能导致actin被切割，从而产生两条带。 3️⃣ 非特异性结合：多克隆抗体可能与actin非特异性结合，导致两条强度可能不同的条带。尝试降低抗体浓度或改变抗体稀释度可能有助于解决这个问题。 4️⃣ pH异常：电泳液和转膜液的pH值异常也可能导致actin出现两条带。严格控制溶液的pH值可以避免这个问题。 5️⃣ 曝光问题：如果曝光时载物台移动，可能导致actin条带偏移，形成两条带。确保曝光时载物台稳定是关键。 6️⃣ 二硫键存在：细胞裂解时使用的巯基乙醇可能无法完全破坏二硫键，导致actin出现两条带。加入DTT可以解决这个问题。 7️⃣ 抗体浓度、孵育条件不当：过高的抗体浓度、过高的孵育温度或过长的孵育时间也可能导致actin出现两条带。优化这些条件可能有助于改善结果。 𐟔现在，你是否对WB实验中actin出现两条带的原因有了更深入的了解呢？如果还有其他问题，欢迎在评论区交流讨论哦！

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